Sensibilité antimicrobienne du biofilm à travers une lentille évolutive expérimentale

Oct 13, 2023

npj Biofilms et Microbiomes volume 8, Numéro d'article : 82 (2022) Citer cet article

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Des expériences expérimentales d'évolution dans lesquelles des populations bactériennes sont exposées à plusieurs reprises à un traitement antimicrobien, et l'examen du génotype et du phénotype des bactéries évoluées résultantes, peuvent aider à faire la lumière sur les mécanismes à l'origine d'une sensibilité réduite. Dans cette revue, nous présentons un aperçu des raisons pour lesquelles il est important d'inclure les biofilms dans l'évolution expérimentale, quelles approches sont disponibles pour étudier l'évolution expérimentale dans les biofilms et ce que l'évolution expérimentale nous a appris sur la tolérance et la résistance dans les biofilms. Enfin, nous présentons un point de vue consensuel émergent sur la sensibilité aux antimicrobiens des biofilms, étayé par des données obtenues au cours d'études d'évolution expérimentales.

L'évolution expérimentale (Encadré 1) est l'étude des processus évolutifs se produisant dans des populations en réponse à des conditions imposées et contrôlées par l'expérimentateur1. Alors que les premières études d'évolution expérimentale microbienne remontent aux années 18802, l'évolution expérimentale a été introduite en bactériologie dans les années 1950 par Francis J. Ryan3 et est devenue célèbre grâce à l'expérience d'évolution à long terme (LTEE) lancée par Richard Lenski. dans les années 1980 et fonctionne depuis plus de 75 000 générations4,5. Le LTEE et de nombreuses autres expériences expérimentales d'évolution sont réalisées dans des milieux non structurés, c'est-à-dire en culture liquide avec agitation, la plupart des bactéries étant à l'état planctonique. Cependant, déjà dans les premières expériences d'évolution dans des environnements structurés, des différences marquées en termes d'évolution de la forme physique (Encadré 1) et de variabilité intra-population ont été observées par rapport à ce qui est généralement observé dans les cultures planctoniques6,7.

Les biofilms sont des communautés microbiennes structurées qui sont soit fixées à une surface, soit sous forme d'agrégats en suspension ou intégrés8. Divers gradients (oxygène, nutriments, agents antimicrobiens, …) sont présents dans les biofilms, entraînant le développement de niches spatialement structurées avec des conditions environnementales distinctes9 et ces microenvironnements co-déterminent l'issue des infections liées aux biofilms, car ils ont un impact direct sur la croissance bactérienne et le métabolisme, ainsi que sur l'effet du traitement antimicrobien10,11,12,13.

L'évolution expérimentale en général14 et les aspects spécifiques de l'évolution expérimentale des biofilms15 ont été récemment passés en revue ; nous renvoyons les lecteurs à ces critiques pour plus de détails. Un bref résumé des raisons pour lesquelles les populations de biofilms se diversifient au cours de l'évolution est présenté ci-dessous.

En raison de leur hétérogénéité, les biofilms contiennent de multiples niches écologiques, qui ne sont pas toutes utilisées par les génotypes existants ; ces niches inutilisées présentent des opportunités pour de nouveaux génotypes16. De plus, de nouveaux génotypes peuvent créer des niches supplémentaires en modifiant le milieu environnant ("construction de niche")7,17. En raison de l'hétérogénéité spatiale, les populations de biofilms peuvent être considérées comme des collections de sous-populations évoluant indépendamment et cette fragmentation de la population réduit la taille effective de la population. Comme la contribution relative de la dérive génétique (encadré 1) à la diversité est plus élevée dans les petites sous-populations, l'hétérogénéité spatiale conduit finalement à plus de diversité16,18. La fragmentation de la population permet également la fixation (encadré 1) de mutations bénéfiques avec un effet relativement faible dans des sous-populations particulières. En effet, les mutations bénéfiques qui ont un grand effet sont moins fréquentes que les mutations bénéfiques qui ont un petit effet et il est peu probable que les premières apparaissent dans toutes les sous-populations ; en conséquence, différentes mutations bénéfiques avec un faible effet devraient se produire et se maintenir dans différentes sous-populations spatialement séparées, conduisant à une plus grande diversité au sein de la population dans son ensemble19. Des travaux expérimentaux et de modélisation récents ont montré que dans un environnement spatialement structuré, la propagation d'une mutation bénéfique est amplifiée et que les mutations bénéfiques sont moins susceptibles d'être perdues20. La raison en est que, dans des environnements structurés, la sélection peut augmenter la fréquence d'une mutation bénéfique dans une certaine sous-population plus rapidement que la migration de cette mutation vers d'autres sous-populations ; par conséquent, le mutant hébergeant cette mutation bénéfique est susceptible de pouvoir migrer vers de nouvelles sous-populations à plusieurs reprises, ce qui réduit finalement la probabilité de perte de cette mutation due à la dérive génétique20. La compétition entre mutants porteurs de différentes mutations bénéfiques (interférence clonale, Encadré 1) augmente les temps de fixation (c'est-à-dire qu'il faudra plus de temps avant qu'une mutation particulière ne l'emporte sur toutes les autres) et l'interférence clonale est plus fréquente dans les environnements spatialement structurés (car les mutations bénéfiques montrent une évolution lente). , propagation « en vague » dans toute la population)21. En conséquence, de multiples mutations bénéfiques peuvent coexister dans les biofilms, là encore avec une plus grande diversité en conséquence22,23. L'observation récente selon laquelle l'évolution in vitro de Pseudomonas aeruginosa dans des conditions les plus similaires à celles rencontrées dans les poumons de patients atteints de mucoviscidose (c.-à-d. dans un milieu synthétique de mucoviscidose [SCFM]) conduit à un parallélisme plus faible (c. ) que l'évolution en milieu minimal, confirme l'importance de la présence de sous-populations spatialement séparées pour générer de la diversité24,25. Contrairement au milieu minimal, SCFM contient de la mucine, ce qui permet la création de sous-populations spatialement structurées avec des tailles de population efficaces plus petites, ce qui rend moins susceptible de trouver les mêmes mutations bénéfiques dans des populations répliquées25.

Enfin, dans des populations homogènes exposées à un agent antimicrobien, toutes les mutations requises pour une résistance complète doivent être acquises en même temps afin d'éviter l'éradication par les fortes concentrations uniformes de l'antibiotique. Cependant, la pénétration des agents antimicrobiens dans le biofilm peut être entravée, entraînant des gradients de concentration9,26,27,28,29 qui peuvent créer des « sanctuaires », c'est-à-dire des parties du biofilm dans lesquelles les concentrations d'agents antimicrobiens sont plus faibles et qui peuvent agir comme des « tremplins » permettant aux populations d'acquérir des mutations une par une30. D'autres aspects importants à considérer sont les taux de mutation accrus souvent observés dans les cellules de biofilm, ainsi que le taux accru de transfert horizontal de gènes (HGT) dans les biofilms bactériens (discuté plus en détail dans l'encadré 2). Il convient de noter que, comme la plupart des études d'évolution expérimentales sont réalisées avec une seule espèce (voir ci-dessous), HGT n'est généralement pas un facteur entraînant des changements évolutifs dans ces études.

Biofilm : communautés microbiennes structurées (fixées à une surface, agrégats en suspension ou enrobés dans un tissu), constituées de micro-organismes enchâssés dans une matrice extracellulaire composée de polysaccharides, d'ADN extracellulaire et d'autres composants8.

Interférence clonale : compétition qui se produit dans une population entre des mutants porteurs de différentes mutations bénéfiques15.

Évolution expérimentale : étude des processus évolutifs se produisant dans des populations établies par l'expérimentateur, en réponse à des conditions ou traitements imposés et contrôlés par l'expérimentateur14,15.

Forme physique : la capacité à produire plus de descendants (et donc à augmenter la fréquence au fil du temps) que les concurrents moins en forme, idéalement mesurée dans un test de compétition directe dans lequel la contribution relative des concurrents à la génération future est évaluée. La condition physique est souvent évaluée indirectement en mesurant le taux de croissance ou la susceptibilité14,15.

Fixation : situation dans laquelle une variante particulière d'un gène (mutation) est la seule qui reste dans la population (c'est-à-dire que toutes les autres sont dépassées)14,15.

Dérive génétique : changement de fréquence d'une variante particulière d'un gène (mutation) dans une population dû au hasard14,15.

Durée minimale pour tuer (MDK) : temps minimum requis pour tuer une fraction de la population ; par exemple, MDK99 et MDK99.99 sont les temps nécessaires pour tuer 99 % et 99,99 % des cellules d'une population, respectivement31,32.

Concentration minimale inhibitrice (CMI) : concentration la plus faible d'un antibiotique qui empêche la croissance des cellules planctoniques31,32.

Fenêtre de sélection des mutants (MSW) : la plage de concentration où l'aptitude d'un mutant résistant est supérieure à celle du type sauvage79,91.

Persistance : phénomène dans lequel au moins deux sous-populations sont présentes dans une population, l'une constituée de cellules rapidement tuées par l'antibiotique et l'autre constituée de cellules tolérantes qui survivent48. Il n'y a pas de différence de CMI et de MDK99 entre les souches sensibles et persistantes, mais la MDK99.99 pour ces dernières est sensiblement plus élevée31,32.

Résistance : les cellules résistantes aux antibiotiques possèdent un ou plusieurs mécanismes qui leur permettent de se développer à des concentrations d'antibiotiques qui empêcheraient la croissance de bactéries sensibles. Les exemples incluent une absorption réduite et un efflux accru d'antibiotiques, la modification de la cible et l'inactivation (enzymatique) de l'antibiotique31,32,125.

Tolérance : phénomène au niveau de la population permettant à une population de survivre à une exposition à un antibiotique (à des niveaux supérieurs à la CMI) sans implication d'un mécanisme de résistance. Les cellules tolérantes ont souvent une croissance nulle ou lente et peuvent repousser après le retrait de l'antibiotique. Il n'y a pas de différence de CMI entre une souche tolérante et une souche sensible, mais le MDK99 est sensiblement plus élevé pour une souche tolérante que pour une souche sensible31,32,125.

Le taux de mutations ponctuelles dans les bactéries varie entre 10-10-10-9 par bp par réplication93,133 bien que les taux de mutation puissent être 100 à 1000 fois plus élevés chez les hypermutateurs (souches avec une fréquence de mutation élevée en raison de mutations dans les gènes de réparation des mésappariements de l'ADN134, 135,136).

Les taux de mutation ont été comparés entre les cultures planctoniques et les biofilms pour plusieurs organismes (y compris Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus et Staphylococcus epidermidis) et se sont avérés considérablement plus élevés (de 4 à > 100 fois) dans les biofilms104,116,118,137.

Cependant, les gradients chimiques dans les biofilms conduisent à une hétérogénéité physiologique9, qui se reflète également dans des différences marquées dans l'expression des gènes et les taux de croissance, les biofilms contenant souvent une fraction considérable de cellules à croissance lente et ne se divisant pas138,139. Cela complique la comparaison directe des taux de mutation (typiquement exprimés par pb par réplication) entre des biofilms hétérogènes et des cultures planctoniques bien mélangées114.

L'augmentation des taux de mutation pourrait être liée au stress oxydatif, comme dans P. aeruginosa PAO1 cultivé sur biofilm, l'expression de gènes codant pour des enzymes conférant une protection contre les dommages oxydatifs à l'ADN était régulée à la baisse, par exemple, l'expression de katA (codant pour la principale catalase responsable de la conversion peroxyde d'hydrogène en oxygène et en eau) était 7,7 fois régulée à la baisse137. Conformément à cela, dans d'autres études, la production de peroxyde d'hydrogène s'est avérée importante pour l'augmentation des taux de mutation dans les streptocoques et les staphylocoques116,118.

La pertinence du stress oxydatif est confirmée par des observations reliant les cassures de l'ADN double brin causées par le stress oxydatif endogène et la réparation ultérieure de ces cassures par des mécanismes qui introduisent des mutations, avec l'adaptation du biofilm117,122.

Les biofilms offrent également de nombreuses opportunités pour le HGT, et ses taux sont généralement plus élevés dans les biofilms que dans les cultures planctoniques140,141, bien qu'ils puissent être affectés par la séparation spatiale du donneur et du receveur142, le type de plasmide143, la séquence et la longueur de l'ADN spécifique fragment144, et l'architecture globale du biofilm (y compris la présence d'exopolysaccharides dans la matrice)145.

La résistance aux antimicrobiens est quantifiée par la concentration minimale inhibitrice (CMI, Encadré 1)31. La capacité des organismes résistants à se développer à des concentrations supérieures à la CMI des organismes sensibles est liée à la présence d'un ou plusieurs mécanismes de résistance32 et les trajectoires évolutives vers un phénotype résistant peuvent être complexes33. L'évolution expérimentale dans laquelle les cultures sont passées en série (en présence d'une concentration constante ou progressivement croissante d'un antibiotique), combinée au séquençage du génome entier (WGS) peut être utilisée pour identifier la résistance et les trajectoires vers la résistance34. Par exemple, des passages en série d'Escherichia coli en présence de carbapénèmes ont permis d'identifier plusieurs mécanismes de résistance aux carbapénèmes jusque-là inconnus, notamment des mutations dans mrdA (codant pour PBP2) et ftsI (codant pour PBP3), toutes deux cibles des carbapénèmes, ainsi que des mutations dans acrB (codant pour la partie associée à la membrane interne de la pompe d'efflux AcrAB-TolC)35. E. coli évoluant expérimentalement en présence de mutations induites par le chloramphénicol dans la région de liaison à l'ADN de marR, qui peuvent réguler à la hausse la pompe d'efflux AcrAB-TolC, ainsi que des mutations dans acrB et acrR (l'interruption de acrR entraîne une régulation à la hausse de acrAB)36. Chez Streptococcus pneumoniae, l'évolution expérimentale en présence de concentrations croissantes de moxifloxacine et de lévofloxacine a conduit à l'identification de nouvelles mutations dans gyrB, qui, en combinaison avec des mutations dans gyrA et parC, conduisent à une résistance de haut niveau aux fluoroquinolones37. Dans une étude d'évolution expérimentale avec P. aeruginosa, à la fois attendues (par exemple, mutations conduisant à une surproduction d'AmpC après évolution en présence de ceftazidime, mutations dans oprD conduisant à l'inactivation de la porine après évolution en présence de méropénème) et nouvelles (par exemple, mutations gain de fonction conduisant à la modification structurale d'AmpC après évolution en présence de ceftazidime, nouvelles mutations de gyrA après évolution en présence de ciprofloxacine) des mécanismes de résistance ont été identifiés38. Il existe un nombre croissant de preuves que les adaptations métaboliques et la sensibilité réduite aux antimicrobiens vont de pair39,40, et plusieurs études expérimentales sur l'évolution des populations planctoniques d'E. coli l'ont récemment confirmé. Lorsque E. coli est cultivé dans un milieu minimal avec du glucose (supportant une croissance rapide avec la respiration ou la fermentation) ou de l'acétate (supportant une croissance plus lente avec la respiration uniquement), la résistance se développe beaucoup plus rapidement sur le glucose, confirmant que les conditions environnementales limitent le taux de développement de la résistance41. La plupart des changements observés impliquent des processus métaboliques qui ne sont pas directement affectés par le traitement antibiotique. Par exemple, les cultures évoluées en présence de glucose et de chloramphénicol consomment plus de glucose, sécrètent plus d'acétate et montrent une consommation d'oxygène réduite par rapport à E. coli de type sauvage et E. coli adapté en présence de glucose uniquement, indiquant un passage métabolique de la respiration à fermentation. Ce commutateur est lié à la surexpression de la pompe d'efflux AcrAB (nécessaire à la résistance au chloramphénicol) et au remodelage du protéome membranaire, en raison de la compétition pour l'espace entre la pompe d'efflux et les protéines impliquées dans la phosphorylation oxydative41. Une autre preuve du rôle des changements métaboliques dans le développement de la résistance aux antimicrobiens provient de l'évolution expérimentale d'E. aux antibiotiques à différentes températures (c'est-à-dire à des états métaboliques de plus en plus élevés)42. L'évolution dans les paramètres conventionnels conduit à des populations à croissance plus lente avec une augmentation de la CMI ; les mutations fréquemment retrouvées dans ces populations concernent des gènes liés à des mécanismes de résistance connus. Cependant, un sous-ensemble de clones acquiert des mutations dans d'autres gènes, notamment des gènes liés au métabolisme central (cycle TCA, transport d'électrons). Les populations obtenues à la fin de l'expérience "d'évolution métabolique" présentent une survie accrue dans les tests de destruction par rapport à la souche ancestrale de type sauvage, sans réduction du taux de croissance exponentiel ni augmentation du temps de latence (excluant la tolérance [Encadré 1] en raison d'une croissance lente) . L'ingénierie de mutants dans six gènes métaboliques a en outre confirmé la pertinence de ces mutations, car chez tous les mutants, la CMI d'au moins un antibiotique a été augmentée. Le mécanisme par lequel ces mutations confèrent une résistance varie, mais pour au moins l'une d'entre elles (sucA, codant pour l'enzyme du cycle TCA 2-oxoglutarate décarboxylase), la mutation confère une résistance en abaissant la respiration basale et en empêchant ainsi l'induction médiée par les antibiotiques de l'activité du cycle TCA, un mécanisme précédemment observé dans différents organismes43,44,45. 39 % des mutations de séquences codantes identifiées dans ces expériences d'évolution peuvent également être trouvées dans des génomes séquencés d'E. coli ; de plus, plusieurs mutations de gènes métaboliques sont abondamment présentes dans ces génomes et certaines sont statistiquement enrichies dans les isolats cliniques d'E. coli, suggérant qu'elles sont pertinentes in vivo42.

La sensibilité réduite aux antibiotiques n'est pas seulement due à la résistance, car la tolérance et la persistance (Encadré 1) jouent également un rôle important31,32,46,47,48. Les cellules tolérantes survivent à l'exposition aux antibiotiques sans être porteuses des mécanismes de résistance conventionnels et reprendront leur croissance après le retrait de l'antibiotique32. Les facteurs qui conduisent à la tolérance peuvent être génétiques (p. ex., mutations entraînant une augmentation du temps de latence49,50) ou environnementaux (p. ex., production d'une matrice de biofilm protecteur51,52, croissance lente due aux conditions microenvironnementales53,54). La tolérance et la persistance peuvent toutes deux être quantifiées par la durée minimale de mise à mort (MDK, Encadré 1) ; en outre, la persistance est généralement caractérisée par la présence d'une courbe de destruction biphasique31,32. L'exposition cyclique des cultures planctoniques d'E. coli à l'ampicilline a entraîné une augmentation de la MDK et cette augmentation était due à un temps de latence prolongé d'une seule cellule ; aucune modification de la CMI n'a été observée, ce qui exclut la résistance49. Lorsque les populations planctoniques de divers agents pathogènes ESKAPE ont été cyclées entre l'exposition aux aminoglycosides et la repousse, une augmentation de 37 à 213 fois du nombre de cellules persistantes a été observée lors du traitement des clones évolués par rapport à la culture de départ, encore une fois sans augmentation de MIC55. Le WGS de clones évolués à haute persistance a montré que ce phénotype pouvait être attribué à une seule mutation dans oppB, gadC ou nuoN, des gènes qui n'étaient pas auparavant impliqués dans la persistance56.

L'évolution expérimentale a montré que le développement de la tolérance et de la persévérance peut être un « tremplin » vers le développement de la résistance. Lors de l'évolution de cultures planctoniques d'E. , le développement de la tolérance a précédé celui de la résistance57. Le WGS des premiers clones résistants a montré que tous portaient des mutations supplémentaires dont certaines avaient été précédemment identifiées comme augmentant la tolérance en augmentant le temps de latence49 ; un séquençage supplémentaire a révélé que les mêmes mutations de tolérance étaient présentes avant l'apparition des mutations de résistance à l'ampC. Comme des mutations dans plusieurs gènes peuvent conduire à la tolérance, la taille cible pour les mutations conduisant à la tolérance est plus grande que celle pour la résistance (ampC étant la seule cible) ; par conséquent, les mutations de tolérance surviennent plus fréquemment et peuvent être détectées plus tôt. Le démarrage d'expériences d'évolution à partir de souches de type sauvage et de souches qui avaient déjà développé une tolérance a démontré que les mutations de résistance s'établissaient plus rapidement dans les clones tolérants L'avantage de survie conféré par les mutations de résistance lors d'une exposition à des concentrations élevées d'ampicilline est comparable à celui des mutations de tolérance n'entraînent qu'une résistance partielle). En conséquence, les mutations de tolérance commencent à dominer la population après quelques cycles et la présence de ces mutations réduit la probabilité de perte des mutations de résistance au cours du traitement antibiotique57. Des observations similaires ont été faites pour P. aeruginosa : lors d'une exposition séquentielle, P. aeruginosa s'adapte rapidement à des concentrations élevées de tobramycine avec une augmentation progressive du taux de survie et après 7 à 8 cycles, toutes les lignées évoluées ont atteint des CMI sensiblement plus élevées que la souche ancestrale58. WGS a montré que les allèles se produisaient et atteignaient la fixation dans un ordre spécifique, avec des mutations dans les gènes impliqués dans la respiration et le métabolisme énergétique (conduisant à la tolérance) précédant généralement l'acquisition de mutations de résistance et exposant périodiquement P. aeruginosa de type sauvage et des mutants à différents niveaux. de tolérance à la tobramycine a confirmé que les taux d'acquisition de résistance étaient similaires dans tous les groupes, mais que les lignées tolérantes étaient plus susceptibles de survivre à la sélection initiale. Ceci suggère que les populations bactériennes avec une tolérance élevée ont une meilleure chance de développer une résistance que les populations avec une tolérance faible ou nulle58. Enfin, plusieurs études ont mis en évidence un lien entre la persistance et la probabilité de développer une résistance, par exemple chez Mycobacterium tuberculosis59, Pseudomonas spp.60 et E. coli61.

Pour un aperçu détaillé des méthodes de biofilm disponibles, nous renvoyons aux revues récentes62,63,64,65. Il est important de noter que, bien que la configuration générale de la plupart des expériences d'évolution soit similaire (avec des cycles répétés de croissance, de traitement et de transfert dans un nouvel environnement) (Fig. 1a), le modèle utilisé peut avoir un impact profond sur le résultat de l'expérience et pas tous. modèle in vitro imitera l'évolution in vivo, par exemple, de nombreux modèles utilisent des surfaces et des milieux de croissance qui reflètent mal les conditions in vivo15.

un aperçu schématique de la configuration générale des expériences expérimentales d'évolution impliquant le traitement antimicrobien des biofilms. b P. aeruginosa forme facilement des agrégats dans SCFM2, ce qui en fait un milieu de croissance approprié pour étudier l'évolution dans un microenvironnement pertinent. c Sur la base d'une analyse de la séquence du génome entier (mutations survenant dans P. aeruginosa PAO1 après une exposition répétée à la furanone C-30 illustrée à titre d'exemple89), la fréquence des mutations peut être calculée et l'effet des mutations sur la fonction protéique (fusA1 illustré à titre d'exemple89) peut être estimé. d La caractérisation phénotypique commence généralement par la détermination de la sensibilité aux antimicrobiens (illustrée ici avec la diffusion du disque) et le nombre d'UFC (le nombre d'UFC dans trois populations répliquées de B. cenocepacia après des cycles répétés d'exposition à la tobramycine est illustré à titre d'exemple70). L'évolution expérimentale des biofilms conduit fréquemment à l'apparition de variantes de petites colonies (SCV) (P. aeruginosa AA2 illustré à titre d'exemple, photo avec l'aimable autorisation du Dr A. Sass). Enfin, des modifications du métabolisme se produisent au cours de l'évolution et peuvent être mesurées à l'aide par exemple de la microcalorimétrie ; l'activité métabolique après traitement de WT P. aeruginosa PAO1 (à gauche) ou de la même souche évoluée en présence de tobramycine (à droite) est présentée à titre d'exemple.

Dans les systèmes statiques, les biofilms seront cultivés et traités, puis les cellules seront collectées pour initier un nouveau cycle. Dans les systèmes dynamiques, un biofilm est continuellement développé et traité, sans être perturbé.

Les biofilms formés sur des billes de plastique ou de verre sont fréquemment utilisés pour étudier l'évolution17,66,67,68,69,70,71,72. Le modèle de perle a été développé à l'origine pour la sélection de l'adhérence quotidienne à une perle et de sa dispersion par Burkholderia cenocepacia22. Dans cette configuration, une perle est incubée avec des bactéries qui se fixent à la perle pour former un biofilm. La bille qui contient le biofilm est ensuite transférée dans un autre tube receveur contenant une nouvelle bille vide et du milieu frais, ce qui permettra la colonisation de la nouvelle bille, sans perturber le biofilm. Des variantes de ce modèle plus adaptées à l'étude des réponses au traitement antimicrobien ont également été développées70,73. Malgré le fait qu'il ne permette d'étudier que les biofilms fixés en surface, la facilité d'utilisation et la compatibilité avec différents organismes et milieux de croissance en font un modèle attractif.

Des biofilms de colonies peuvent être formés sur des membranes filtrantes qui sont inoculées avec l'organisme d'essai et sont ensuite placés sur un milieu de croissance approprié74,75. Les nutriments se diffuseront à travers la membrane et les bactéries formeront un biofilm sur la membrane filtrante. Au cours de l'expérience, le filtre peut être déplacé vers une autre plaque de gélose et de cette façon, les biofilms peuvent facilement être exposés à des agents antimicrobiens. A la fin d'un cycle, les cellules bactériennes sont détachées de la membrane et la suspension obtenue peut être utilisée pour inoculer une nouvelle membrane filtrante.

Le dispositif de biofilm de Calgary se compose d'une plaque à 96 puits et d'un couvercle avec des chevilles, qui sont chacun immergés dans un puits et favorisent la formation de biofilm ; cet appareil a été développé à l'origine pour déterminer la concentration minimale d'éradication du biofilm76. Au cours de l'évolution expérimentale, le couvercle avec des chevilles peut facilement être transféré sur une nouvelle plaque à 96 puits et les biofilms peuvent être dispersés à partir des chevilles par sonication. Les suspensions cellulaires résultantes peuvent ensuite être utilisées pour démarrer la formation de biofilm sur des chevilles sur un nouveau couvercle77. Un système conceptuellement similaire (FlexiPeg) a été récemment développé et utilisé pour étudier la compétition et la forme physique dans les biofilms78,79.

Dans les systèmes de modèles dynamiques, les biofilms se développent sur une surface tandis que les nutriments et les déchets sont continuellement ajoutés et éliminés, respectivement. Bien que techniquement plus exigeants, l'avantage de ces systèmes est que le biofilm n'a pas à être dispersé entre différents cycles de traitement. Les exemples incluent les cellules à circulation en acrylique avec une surface en verre80, les bioréacteurs Sartorius81,82,83 et divers dispositifs microfluidiques84,85,86.

Alors que de nombreuses études utilisent des milieux de croissance standard (par exemple, bouillon LB), il est possible d'imiter plus étroitement l'environnement in vivo en utilisant des milieux de type in vivo validés. Cela comprend divers milieux d'expectoration artificiels CF87 dans lesquels des agrégats de biofilm bactérien en suspension se forment rapidement (Fig. 1b) et qui ont été utilisés pour étudier le développement de la résistance à la ciprofloxacine88 ainsi que la résistance à la combinaison tobramycine/furanone C-3089 dans les biofilms de P. aeruginosa.

Le choix de la pression sélective appropriée est une décision importante dans les expériences d'évolution et peut profondément affecter le résultat de l'expérience.

Lors de l'étude des mécanismes d'adaptation, la concentration d'antibiotique doit être suffisamment élevée pour avoir un effet sur les bactéries, mais ne peut pas être trop élevée afin de permettre la survie d'un nombre suffisant de bactéries pour initier un cycle suivant de l'expérience. Il n'y a aucune information sur la plage de concentration qui constitue la fenêtre de sélection des mutants (MSW, encadré 1) pour les biofilms et divers aspects de la biologie des biofilms affectent probablement cette fenêtre90,91. Bien qu'il ait été prédit que la croissance du biofilm entraîne des déplacements et des distorsions du MSW91, des travaux récents avec E. coli ont montré que les valeurs minimales de concentration sélective (pour cinq antibiotiques différents) ne différaient pas entre les cultures planctoniques et les biofilms79. En raison de l'incertitude concernant le biofilm MSW, les concentrations d'antibiotiques sont souvent sélectionnées en fonction de la CMI70 ou de la concentration minimale inhibitrice du biofilm74. Une autre stratégie consiste à utiliser des concentrations d'antimicrobiens pouvant être atteintes in vivo, par exemple dans les crachats de patients atteints de mucoviscidose après un traitement par inhalation75. La force de sélection peut profondément influencer les trajectoires évolutives, par exemple, les concentrations sublétales de tigécycline sélectionnent des mutants de P. aeruginosa avec des CMI de tigécycline plus faibles et des CMI plus élevées pour d'autres antibiotiques que les mutants sélectionnés sous des concentrations létales92. En général, l'évolution in vitro en présence d'une faible pression de sélection conduit à une population plus diversifiée, tandis que l'exposition à une forte pression de sélection élimine les bactéries de sensibilité intermédiaire, et ne conduira qu'à la détection des mutations qui ont l'effet le plus fort93. La concentration d'un antibiotique au site de l'infection dépend du mode d'administration, et bien que des concentrations élevées puissent être atteintes avec un traitement par inhalation ou une application topique, la concentration d'antibiotique au site de l'infection sera souvent considérablement plus faible lorsque les antibiotiques sont administrés par voie systémique94,95 . De plus, les biofilms peuvent être considérés comme des microcompartiments pharmacologiques indépendants96,97 et les limitations de diffusion conduisent souvent à la formation de gradients de concentrations d'antibiotiques dans un biofilm26,27,28,29,98.

Les trajectoires évolutives différeront entre les antibiotiques appartenant à différentes classes, par exemple, lorsque P. aeruginosa a évolué en présence de concentrations sublétales de tobramycine ou de tigécycline, les mutants ont été sélectionnés à des concentrations sublétales de tigécycline uniquement92. Si ces trajectoires dépendront du mode d'action des agents antimicrobiens, différentes classes d'antibiotiques bactéricides ont également des aspects communs, notamment qu'ils inhibent majoritairement la biosynthèse des macromolécules (ADN, protéines, peptidoglycane) et induisent des modifications du métabolisme qui favorisent la formation de espèces réactives de l'oxygène99,100. De plus, l'activité de certains antibiotiques dépend fortement du métabolisme microbien alors que d'autres antibiotiques ne dépendent que faiblement du métabolisme pour leur activité destructrice101 ; la tolérance se développera rapidement envers le premier groupe d'antibiotiques, mais pas vers le second102.

Enfin, le régime de traitement peut avoir une influence sur la trajectoire évolutive suivie. La concentration de l'agent antimicrobien peut être maintenue constante au cours de l'expérience d'évolution70,75 ou les bactéries peuvent être exposées à des concentrations antimicrobiennes progressivement croissantes82,85, et l'exposition peut être continue69,74,75,82,85 ou intermittente70,77,103,104. La repousse du biofilm après chaque cycle de traitement garantit que les biofilms avec des densités cellulaires similaires sont étudiés tout au long de l'expérience, et la phase de repousse peut imiter la diminution de la concentration d'antibiotiques entre deux traitements. De plus, une exposition continue peut imposer une sélection dépendante de la croissance qui peut être évitée en séparant les traitements par des cycles de croissance sans antibiotique42.

L'évolution expérimentale de la sensibilité aux antimicrobiens n'a pas encore été largement étudiée dans des contextes plus complexes, bien que plusieurs études démontrent que des expériences d'évolution avec des biofilms polymicrobiens sont réalisables ; les exemples incluent un biofilm à deux espèces (Acinetobacter sp. + Pseudomonas putida) évolué sur l'alcool benzylique105, l'évolution de P. aeruginosa en présence de Staphylococcus aureus106 ou de membres du microbiome CF107, et une communauté bactérienne modèle de 34 espèces exposée à plusieurs reprises à la streptomycine108. Des exemples d'études in vivo incluent la propagation en série de S. pneumoniae par colonisation nasale murine répétée109 et l'adaptation de Shewanella oneidensis à la vie dans les intestins des larves de poisson zèbre110. Récemment, un modèle d'infection par Caenorhabditis elegans a été utilisé pour montrer que l'exposition répétée de B. cenocepacia au composé anti-virulence FR900098, un inhibiteur de la voie non mévalonate, n'entraînait pas de modification de la sensibilité à ce composé111.

Lors de la sélection des isolats pour les études d'évolution expérimentale et lors de l'analyse des résultats, la variabilité intersouche doit être prise en compte. Par exemple, sur la base de la morphologie du biofilm in vitro et des profils de transcription, les isolats cliniques de P. aeruginosa peuvent être regroupés en différents groupes et les souches de différents groupes ne partagent qu'un profil de transcription de biofilm de base restreint ; ces différences semblent façonnées par le patrimoine génétique des souches individuelles plutôt que par l'état de maturation du biofilm112. De plus, la tolérance est dans une large mesure déterminée par le contexte de la souche individuelle et cette tolérance dépendante de la souche est également dépendante des antibiotiques, avec une tolérance croisée des isolats cliniques de P. aeruginosa observée pour la ciprofloxacine et la tobramycine, mais pas pour la colistine113. Cette variabilité intersouche peut avoir un impact profond sur les trajectoires évolutives au cours de l'évolution expérimentale et compliquera probablement l'élucidation de la contribution des mécanismes spécifiques de tolérance et de résistance à la sensibilité réduite. En même temps, il met en évidence la polyvalence des pathogènes bactériens pour proposer des solutions parallèles.

Des changements dans la sensibilité aux antimicrobiens ne sont pas seulement observés lorsque des populations évoluent en présence d'un agent antimicrobien, mais ont également été observés dans certaines études expérimentales d'évolution dans lesquelles des biofilms évoluent en l'absence d'antibiotiques (par exemple, chez E. coli114 et P. aeruginosa74,115). Ces changements sont probablement le résultat de taux de mutation plus élevés dans les biofilms (Encadré 2) et, combinés à une gamme d'autres mécanismes impliqués dans une sensibilité réduite12,39, la diversité qui en résulte aide à la survie de la population ("hypothèse d'assurance")15,116,117,118. Dans la section suivante, nous nous concentrons cependant sur les études d'évolution expérimentale étudiant les changements dans la sensibilité antimicrobienne du biofilm survenant lors de l'exposition aux antibiotiques.

Un aperçu non exhaustif des gènes mutés dans les biofilms de P. aeruginosa au cours de l'évolution expérimentale en présence d'antibiotiques est présenté dans le tableau 1.

Dans les biofilms de colonies de P. aeruginosa PAO1 formés sur des membranes en polycarbonate, l'exposition à des concentrations sous-inhibitrices de ciprofloxacine a rapidement induit une sensibilité réduite à cet antibiotique74. Après 7 passages, la taille des sous-populations résistantes était significativement plus grande dans les biofilms que dans les populations planctoniques et la CMI moyenne de la ciprofloxacine envers des colonies sélectionnées dérivées de biofilms évolués par la ciprofloxacine a augmenté de manière significative au cours de l'évolution expérimentale ; ce dernier n'a pas été observé pour les colonies issues de cultures planctoniques (bien que les clones avec les valeurs de CMI les plus élevées soient issus de cultures planctoniques)74. Le nombre de mutations et le spectre mutationnel différaient entre les populations évoluées : un nombre significativement plus élevé de mutations non synonymes a été observé dans les populations ayant évolué avec la ciprofloxacine, les transitions étaient plus fréquentes dans les populations planctoniques, et la transversion et les indels étaient plus fréquents dans les biofilms (ces derniers potentiellement lié à une activité plus élevée des séquences d'insertion dans des conditions limitées en oxygène119,120). Des mutations dans mexR (régulateur de la pompe à efflux MexAB-OprM), nfxB (MexCD-OprJ) et mexS (MexEF-OprN) étaient fréquentes dans les biofilms évolués en présence de ciprofloxacine, tandis que des mutations dans nalC et nalD (régulateurs de MexAB-OprM) ainsi que dans gyrA et gyrB ont été fréquemment trouvés dans les populations planctoniques évoluées par la ciprofloxacine. De plus, des mutations à basse fréquence dans les gènes liés au métabolisme ont été trouvées dans plusieurs biofilms évolués en présence de ciprofloxacine ; les gènes mutés comprennent PA1252 (malate déshydrogénase), nuoJ et PA1054 (NADH déshydrogénase)74. Les mutations supplémentaires liées au métabolisme identifiées dans les biofilms exposés à la ciprofloxacine comprennent des mutations dans les gènes liés au cycle TCA (par exemple, sdhA) et au métabolisme et au transport des polyamines et de l'arginine (par exemple, argS), ainsi que dans les gènes codant pour divers facteurs sigma (y compris rpoN et rpoS)121. Ces dernières mutations pourraient aider à expliquer la phase de latence prolongée et l'augmentation des temps de doublement observés dans les clones résistants à la ciprofloxacine récupérés à partir de biofilms évolués. Dans l'ensemble, ces données suggèrent que les cellules de P. aeruginosa cultivées dans un biofilm exposées à des concentrations sous-inhibitrices de ciprofloxacine portent plus fréquemment des mutations conduisant à une faible résistance, ce qui pourrait à son tour accélérer le développement progressif de la résistance à la ciprofloxacine in vivo74. Fait intéressant, dans les mêmes conditions expérimentales, l'absence de la catalase majeure de P. aeruginosa KatA a augmenté la fraction de la population résistante à la ciprofloxacine dans les biofilms et davantage de mutations ont été observées dans les biofilms ΔkatA évolués75, soulignant à nouveau le rôle que le stress oxydatif peut jouer dans la génération de diversité dans biofilms122. Néanmoins, l'observation selon laquelle des mutants résistants à la ciprofloxacine apparaissent également après l'évolution de biofilms dans des conditions anaérobies démontre que le stress oxydatif n'est pas le seul mécanisme75.

À l'aide d'un modèle à base de billes, les biofilms de P. aeruginosa PA14 ont évolué en l'absence ou en présence de concentrations croissantes de tobramycine. Dans le biofilm évolué en présence de tobramycine, les valeurs de CMI ont été multipliées par 16 et à la fin de l'expérience, tous les biofilms exposés à la tobramycine avaient acquis des mutations dans fusA1 (codant pour le facteur d'élongation G)73. Bien que des mutations fusA1 se soient également produites dans les populations planctoniques exposées à la tobramycine, elles dominaient dans toutes les populations finales de biofilms, tandis que dans les populations planctoniquement évoluées, leurs fréquences étaient plus variables. L'étude des clones mutants évolués a révélé que les mutations fusA1 seules entraînent une augmentation de 2 à 4 fois de la CMI de la tobramycine et une augmentation d'au moins 6 fois de la concentration de tobramycine dans laquelle les biofilms ont survécu. Les populations de biofilms de P. aeruginosa ont également fréquemment acquis des mutations dans les gènes orfKHLN (codant pour les enzymes de biosynthèse de l'antigène O) et les mutants présentant des mutations dans orfN et fusA1 étaient plus résistants que les mutants présentant des mutations dans fusA1 seul.

Enfin, l'évolution expérimentale des biofilms et des cultures planctoniques de P. aeruginosa a récemment été utilisée pour identifier le mécanisme de résistance au peptide antimicrobien cationique modifié WLBU2123. Le WGS a révélé que les populations survivantes présentaient au moins deux mutations parmi trois catégories fonctionnelles clés, à savoir la modification du LPS (pmrB), la biosynthèse de l'antigène O (orfN) et la formation de biofilm (wspF et morA). Alors que pmrB et orfN sont connus pour être impliqués dans la résistance aux peptides cationiques, la survenue de mutations dans les gènes de la voie wsp (sélectionnés à la fois dans les biofilms et les cultures planctoniques) était plus inattendue. Les clones résistants avec des mutations wsp ont montré plus d'agrégation, ce qui suggère qu'une augmentation de la formation d'agrégats et/ou de biofilm pourrait contribuer à la résistance à WLBU2123.

Un aperçu non exhaustif des gènes mutés dans les biofilms d'A. baumannii au cours de l'évolution expérimentale en présence d'antibiotiques est présenté dans le tableau 1.

À l'aide d'un modèle de flux dans lequel des biofilms d'A. baumannii se forment dans des tubes en plastique fixés à une pompe péristaltique, l'effet de l'exposition à la ciprofloxacine (0,5 x MIC) et à la tétracycline (0,25 x MIC) a été étudié124. Les cellules dispersées à partir de biofilms exposés à des antibiotiques avaient une CMI plus élevée, 93 % des isolats de biofilms traités à la ciprofloxacine ont montré une résistance accrue à la ciprofloxacine et 53 % des isolats de biofilms traités à la tétracycline ont montré une résistance accrue à la tétracycline ; 80 % des isolats de biofilms traités à la ciprofloxacine ont également montré une résistance accrue à la tétracycline, mais aucune résistance croisée n'a été observée dans les isolats de biofilms traités à la tétracycline. Les mutations sélectionnées dans les cellules des biofilms traités à la ciprofloxacine pourraient souvent être directement liées à la résistance, par exemple, des mutations dans smpB (dont la suppression conduit à une résistance accrue aux fluoroquinolones, peut-être en raison d'un effet préventif sur la fragmentation des chromosomes) et dans adeS (conduisant à surexpression du système d'efflux AdeABC)124. Des mutations dans deux gènes appartenant au locus K (production de polysaccharide capsulaire) ont été trouvées dans des échantillons exposés à l'un ou l'autre antibiotique et ces mutations étaient souvent liées à des phénotypes de résistance aux antibiotiques. Plusieurs gènes étaient couramment mutés dans des isolats de biofilms traités à la tétracycline ; ces mutations sont souvent positivement corrélées à une formation accrue de biofilm plutôt qu'à une résistance accrue à la tétracycline et comprennent une grande délétion de 8706 pb dans une région codant pour des protéines impliquées dans la régulation des niveaux de c-di-GMP124.

Le modèle de billes mentionné ci-dessus a également été utilisé pour étudier l'évolution des biofilms d'A. baumannii en présence de ciprofloxacine69 ou de tobramycine73. La comparaison des cultures planctoniques et des biofilms exposés à une concentration croissante de ciprofloxacine a montré qu'une résistance de haut niveau se développait rapidement dans les cultures planctoniques (~ 160 fois plus de CMI) tandis que des mutants avec de faibles niveaux de résistance (~ 6 fois plus de CMI) se produisaient dans biofilms69. Les mutations perturbant les répresseurs adeL (régulateur de la pompe d'efflux AdeFGH) ou adeN (régulateur de la pompe d'efflux AdeIJK) dominent respectivement dans le biofilm et les clones planctoniques, suggérant la présence de systèmes d'efflux spécifiques au mode de vie, comme précédemment identifié dans d'autres organismes125. Fait intéressant, des mutations dans adeS (régulateur de la pompe à efflux AdeABC) sont apparues dans les biofilms exposés, mais ont ensuite été dépassées par des mutations adeL, ce qui n'a pas été observé dans une autre étude avec A. baumannii124. Alors que quelques mutations ont rapidement atteint la fixation dans les populations planctoniques (y compris une seule mutation à haute fréquence dans gyrA dans des fonds génétiques contenant une mutation adeN), une plus grande diversité a été maintenue dans les biofilms. Les biofilms d'A. baumannii propagés sous sélection de tobramycine ont démontré une augmentation de 8 à 32 fois de la CMI et également dans cette espèce, des mutations de fusA1 se sont produites dans toutes les populations répétées exposées à la tobramycine73. Contrairement aux biofilms de P. aeruginosa, les biofilms d'A. baumannii traités à la tobramycine ont rapidement accumulé des mutations dans ptsP (codant pour la phosphoénolpyruvate phosphotransférase), et les mutations fusA1 et ptsP ont atteint des fréquences similaires dans les biofilms traités et les populations planctoniques. Les clones mutants évolués avec seulement une mutation dans fusA1 ont montré une augmentation de 4 fois de la CMI, tandis que les doubles mutants fusA1 ptsP ont montré une augmentation de 8 fois. Contrairement à fusA1 (qui est un gène essentiel), les mutations ptsP sont probablement des mutations de perte de fonction car ce sont des indels qui conduisent à un décalage de cadre. De plus, six mutations dans cyoAB (codant pour deux sous-unités du cytochrome bo3 ubiquinol oxydase impliquées dans la chaîne de transport d'électrons) ne se sont produites que dans les biofilms ; ces mutations ont cependant été supplantées par le génotype fusA1 ptsP à des concentrations de tobramycine plus élevées73.

Des biofilms d'E. coli cultivés dans des cellules d'écoulement en présence de rifampicine ou de kanamycine ont été utilisés pour répondre à la question de savoir comment la croissance dans un biofilm peut empêcher les cellules résistantes d'être supplantées par des cellules non résistantes plus en forme en l'absence d'antibiotiques80. En raison des contraintes physiques et de l'hétérogénéité du biofilm, on peut raisonnablement supposer que les cellules individuelles n'ont qu'à rivaliser avec un sous-ensemble d'autres cellules15, tandis que dans les populations planctoniques non structurées, les cellules connaîtraient une compétition mondiale dans laquelle elles doivent rivaliser avec toutes les autres cellules126. L'inoculum contenait déjà de faibles niveaux de mutants résistants à la kanamycine et à la rifampicine et pendant la formation du biofilm en l'absence d'antibiotiques, leur nombre a été multiplié par environ 45. Le traitement à la rifampicine a entraîné la fixation de la résistance à la rifampicine (c'est-à-dire que toute la population est devenue résistante), tandis que le traitement à la kanamycine a entraîné une population avec 52 % de cellules résistantes. Lorsque le traitement a été arrêté, la fraction de cellules résistantes n'a pas changé, mais lorsque les cellules du biofilm ont été transférées dans des cultures planctoniques, la résistance à la kanamycine (mais pas à la rifampicine) est progressivement revenue aux faibles niveaux d'origine80. Cette étude montre que la résistance dans les biofilms peut être le résultat de mutations de novo, mais peut également être due à la sélection de mutants préexistants moins adaptés en dehors de l'environnement du biofilm. Les biofilms d'E. coli cultivés sur des disques de silicone et exposés par intermittence à des concentrations élevées (5 x MIC) et très élevées (80 x MIC) d'amikacine subissent une forte baisse du nombre de cellules survivantes après le premier traitement, mais le nombre de cellules survivantes cellules augmente rapidement (jusqu'à ~100 % de survie pour une exposition à 5 x MIC et ~ 1 % de survie pour une exposition à 80 x MIC)104. Dans les cultures planctoniques, la diminution après le premier traitement est plus prononcée et seulement ~ 0,1 % des cellules survivent finalement à une exposition à 5 x MIC (aucun survivant n'est observé après trois cycles avec une exposition à 80 x MIC). Cette augmentation de la survie dans les biofilms est associée à une augmentation rapide de la CMI dans les biofilms traités, tandis que l'augmentation de la CMI dans les cultures planctoniques est beaucoup plus faible. Des mutations dans sbmA (codant pour un transporteur de peptides de la membrane interne précédemment associé à une résistance accrue d'E. coli aux aminoglycosides) ont été trouvées dans toutes les populations de biofilms traitées et dans deux des trois populations planctoniques traitées, mais pas chez les témoins non traités ; cinq des six populations de biofilms évolués avaient de multiples mutations sbmA, suggérant une interférence clonale. Des mutations dans fusA ont été sélectionnées dans plusieurs populations de biofilms intermédiaires et à la fin de l'expérience dans une population de biofilms ; aucune mutation fusA n'a été sélectionnée dans les cultures planctoniques. fusA et sbmA peuvent coexister dans les populations de biofilms mais les mutations fusA apparaissent plus tôt (ou au plus tard en même temps) que les mutations sbmA104. En l'absence d'antibiotiques, les mutants fusA ont une fitness inférieure à celle des mutants sbmA, ce qui suggère que les premiers ont été contre-sélectionnés dans les périodes entre les traitements dans des cultures planctoniques alors qu'ils étaient maintenus dans des biofilms. Les mutations de perte de fonction du gène sbmA conduisent à une augmentation modérée de la CMI (de 16 à 24 µg/ml), tandis que les mutations fusA conduisent à des valeurs de CMI de 48 µg/ml. Les valeurs de CMI les plus élevées (128 µg/ml) ont été observées dans les clones qui portaient une mutation dans fusA combinée à une mutation de perte de fonction dans sbmA et une mutation dans fre (codant pour une NAD(P)H flavine réductase) ; ou hébergeait une mutation dans fusA combinée à une mutation dans yfgZ (codant pour une protéine impliquée dans la réparation lors du stress oxydatif et de la synthèse du cluster Fe-S). En général, dans les cultures planctoniques, des clones ont été sélectionnés qui présentaient des mutations dans un ensemble diversifié de gènes et les CMI de ces clones étaient généralement inférieures à celles des clones ayant évolué dans des conditions de biofilm104. Fait intéressant, les clones récupérés à partir de biofilms traités avaient des taux de survie plus élevés après traitement lorsqu'ils étaient cultivés dans des biofilms par rapport à lorsqu'ils étaient cultivés dans des cultures planctoniques, et la majorité des populations de biofilms évolués contenaient des mutations dans fimH, codant pour la pointe-adhésine FimH des fimbriae de type 1 ; les mutants fimH montrent une formation de biofilm améliorée et une sensibilité réduite à l'amikacine. Ensemble, ces données suggèrent que l'environnement du biofilm en tant que tel contribue à une survie plus élevée lors d'une exposition à l'amikacine, en augmentant la survenue de nouvelles mutations de résistance génétique, même en l'absence de mutations conduisant à une tolérance accrue104.

L'évolution expérimentale des biofilms de Salmonella Typhimurium cultivés sur des billes de verre et des cultures planctoniques, en présence et en l'absence d'azithromycine, de céfotaxime et de ciprofloxacine a montré que les biofilms et les cultures planctoniques développent une résistance à ces antibiotiques dans le même laps de temps72. Cependant, le phénotype des mutants évolués diffère entre différentes conditions ; par exemple, contrairement aux populations planctoniques exposées au céfotaxime (qui deviennent principalement résistantes au céfotaxime), les biofilms évolués en présence de céfotaxime montrent une résistance à une large gamme d'antibiotiques72,127. Les mêmes gènes ont souvent été mutés dans les populations planctoniques et de biofilms évolués, par exemple, des mutations dans acrB et ramR (après exposition à l'azithromycine), envZ (céfotaxime) et gyrA (ciprofloxacine) ; bien que la mutation exacte diffère parfois (par exemple, chez ramR : term194Tyr dans les cultures planctoniques vs. Thr18Pro dans les biofilms ; chez gyrA : Ser83Tyr dans les cultures planctoniques vs. Ser83Phe dans les biofilms)72,127. Ces mutations suggèrent que l'efflux (azithromycine), la perméabilité membranaire réduite (céfotaxime) et la modification de la cible (ciprofloxacine) sont les mécanismes les plus importants impliqués dans la sensibilité réduite observée, bien que de nombreuses autres mutations aient été identifiées, et le WGS a clairement montré que différents mutants suivaient différentes voies de adaptation.

Grâce au LTEE et à de nombreuses autres études, nous avons appris que, dans l'ensemble, il existe un degré élevé de parallélisme dans la diversification et que l'évolution semble être reproductible entre les lignées répétées et entre différentes expériences menées dans différents laboratoires, ce qui suggère que les changements évolutifs observés ne sont pas des artefacts aléatoires15 . Une preuve supplémentaire de cela vient d'une comparaison directe des mutations dans des isolats de P. aeruginosa développés expérimentalement et dans des isolats cliniques, y compris ceux d'infections chroniques des voies respiratoires dans la mucoviscidose. Globalement, ces comparaisons confirment que les changements observés in vitro sont pertinents pour l'évolution de la sensibilité in vivo. Par exemple, la sélection de différents mécanismes de résistance à la ciprofloxacine dépend du mode de vie74, ce qui est conforme à la forte prévalence de mutations dans les gènes cibles de la ciprofloxacine dans les isolats d'infections aiguës (par exemple, les infections des voies urinaires), qui sont moins fréquentes dans les isolats récupérés d'infections chroniques128 . De même, des mutations dans les gènes fusA1 et ptsP de P. aeruginosa se produisent à une fréquence élevée au cours de l'évolution in vitro et des mutations identiques ont été observées dans des isolats cliniques73,89. L'adaptation de P. aeruginosa à l'infection chronique ne se produit pas seulement dans la mucoviscidose ; par exemple, également dans les isolats récupérés chez des patients atteints de maladie pulmonaire obstructive chronique, des mutations se produisent dans des gènes fréquemment identifiés dans des études d'évolution expérimentales (y compris mexA, mexB, oprM et oprF)129.

Les preuves indirectes proviennent de la comparaison des phénotypes d'isolats développés in vitro avec ceux impliqués lors d'une infection chronique54. Par exemple, les isolats de P. aeruginosa récupérés chez des patients fibro-kystiques plus jeunes affichent généralement une faible résistance et une faible tolérance aux antibiotiques, et la fréquence des isolats tolérants aux médicaments augmente avec l'âge ; des fréquences accrues d'isolats résistants n'ont été observées que chez les patients âgés58. Chez ces patients plus âgés, deux sous-populations étaient présentes, l'une composée d'isolats hautement résistants et l'autre composée d'isolats hyper-tolérants qui conservaient une résistance de faible niveau, ce qui suggère que la tolérance in vivo peut également être un « tremplin » vers le développement de la résistance58. Enfin, la récente découverte selon laquelle des biofilms sont également présents dans au moins certaines infections aiguës des voies respiratoires et que la principale différence entre une infection aiguë et chronique peut ne pas être l'association avec le mode de vie planctonique et biofilm, respectivement, mais plutôt être liée à des différences de métabolisme130 est conforme aux observations d'études d'évolution expérimentales in vitro, car des mutations dans les gènes liés au métabolisme sont fréquemment identifiées au cours de l'évolution expérimentale73,74,121.

Si ces similitudes entre évolution in vitro et in vivo suggèrent fortement que les changements génétiques identifiés in vitro sont pertinents pour ce qui se passe in vivo, la validation expérimentale du lien entre ces changements génétiques (dans les gènes liés au métabolisme et autres) d'une part, et sensibilité réduite aux antimicrobiens, d'autre part, reste nécessaire.

Les changements dans la capacité de formation de biofilm au cours de l'évolution expérimentale peuvent également affecter la sensibilité du biofilm. En présence de daptomycine, les biofilms d'Enterococcus faecalis cultivés dans un bioréacteur développent rapidement une résistance à l'antibiotique, mais en même temps la formation de biofilms a augmenté dans les souches résistantes à la daptomycine81. Le WGS a identifié des combinaisons de mutations qui conduisent finalement à une augmentation de la formation de biofilm et bien que cette augmentation de la formation de biofilm ne soit pas une condition préalable à une résistance accrue, elle a été observée dans la majorité des lignées résistantes81. Des augmentations de la formation de biofilms ont également été observées au cours de l'évolution expérimentale des biofilms d'A. baumannii (à la fois dans le modèle de perles69 et dans un système de flux124), avec des isolats de biofilms non traités et traités à la ciprofloxacine montrant une capacité de formation de biofilm accrue par rapport aux cultures de départ dans les deux études. De plus, dans le système d'écoulement, de nombreux isolats de biofilms traités à la tétracycline ont montré une augmentation supplémentaire de la formation de biofilm124. Alors que certaines mutations liées à une formation accrue de biofilm se sont produites dans des échantillons traités et non traités (par exemple, des mutations dans ABUW_0885 codant pour la protéine associée au biofilm Bap), d'autres (par exemple, des mutations dans ABUW_2055, codant pour une adhésine fimbriale) ne se sont produites que dans des biofilms non traités124. Comme déjà indiqué ci-dessus, des mutations fimH ont été trouvées dans la majorité des populations de biofilms d'E. coli traitées avec l'amikacine ainsi que dans les témoins non traités ; Les mutants fimH ont montré une capacité de formation de biofilm accrue et une survie accrue lors d'une exposition à des concentrations élevées d'amikacine104. Dans des études avec des biofilms de Salmonella Typhimurium cultivés sur des billes de verre, un compromis clair entre la résistance aux antimicrobiens et la formation de biofilm a été observé72,127. Au cours de l'expérience, la capacité de formation de biofilm (mesurée par la coloration au cristal violet) a augmenté dans les colonies récupérées à partir de billes de verre non traitées, ce qui a été associé à une mutation faux-sens du cytR (qui est connu pour augmenter la formation de biofilm) qui s'est produite dans plusieurs colonies non traitées. lignées72. Cependant, les colonies récupérées à partir de biofilms évolués en présence d'antibiotiques (en particulier l'azithromycine et le céfotaxime) ont montré une formation de biofilm réduite par rapport aux biofilms non exposés et aucune d'entre elles ne contenait de mutations dans cytR72. L'exposition à des concentrations sous-inhibitrices de céfotaxime sélectionne des mutations dans le domaine catalytique/de liaison à l'ATP C-terminal d'EnvZ, ce qui entraîne des niveaux inférieurs de la porine OmpF et une perméabilité réduite. Cependant, EnvZ régule également la production de curli et une réduction de la production de curli et de la formation de biofilm a été observée chez les mutants envZ, suggérant un compromis entre la sensibilité au biofilm et la formation de biofilm. Dans l'ensemble, ces données suggèrent que l'association entre les changements dans la formation de biofilm et la sensibilité aux antimicrobiens au cours de l'évolution expérimentale est complexe et probablement dépendante de l'espèce, du modèle et des antibiotiques.

Bien que les études discutées ci-dessus aient utilisé différents systèmes modèles, antibiotiques, espèces et souches, certains modèles communs émergent.

Alors qu'une susceptibilité réduite au cours de l'évolution expérimentale se développe à la fois dans les populations planctoniques et dans les biofilms, les mécanismes impliqués et les trajectoires vers cette susceptibilité réduite ne sont pas identiques. Des mutations dans les gènes qui codent pour les cibles des antibiotiques sont fréquemment rencontrées dans les populations planctoniques évoluées en présence d'antibiotiques (par exemple, des mutations dans gyrA suite à l'évolution en présence de ciprofloxacine), tandis que les populations de biofilms évolués contiennent également un large éventail de mutations dans les gènes impliqués dans l'efflux et le métabolisme69,74,121. Lorsque des concentrations sous-inhibitrices d'antibiotiques sont utilisées, la croissance dans des cultures planctoniques bien mélangées sélectionnées pour une résistance de haut niveau, tandis que la croissance dans des biofilms spatialement structurés a favorisé les mutants avec des niveaux de résistance inférieurs69,74,121. Cependant, ce n'est pas toujours le cas lorsque des concentrations croissantes progressives ou létales d'antibiotiques sont utilisées au cours de l'évolution69,73,88,104. Bien que des effets dépendants de l'espèce et/ou des antibiotiques ne puissent pas encore être exclus, cela suggère que le régime de traitement lui-même joue un rôle important dans la détermination des niveaux finaux de CMI dans les populations planctoniques et de biofilm.

Les populations de biofilms évolués maintiennent une diversité plus élevée que les populations planctoniques correspondantes, dans lesquelles les mutations réussies atteignent rapidement la fixation, et l'environnement du biofilm peut protéger contre la sélection négative de mutants moins résistants qui seraient rapidement dépassés dans les cultures planctoniques121. Cependant, une étude récente a indiqué que les coûts de fitness pour la résistance dans les biofilms d'E. coli associés à la surface ne différaient pas de ceux des cultures planctoniques79. De plus, une autre étude récente a montré que l'environnement spécifique co-détermine les niveaux de fitness et de résistance associés à des mutations spécifiques131. Il est clair que des travaux supplémentaires sont nécessaires pour mieux comprendre les paramètres affectant la condition physique dans différents environnements (structurés). De plus, les mutations qui entraînent une formation accrue de biofilm peuvent augmenter la taille de la population tolérante qui survit à l'exposition aux antimicrobiens, dans laquelle une résistance peut ensuite se développer104.

Alors que des mutations dans certains gènes se retrouvent dans tous les organismes (par exemple, des mutations dans fusA ont été observées chez P. aeruginosa, A. baumannii et E. coli), différents organismes accumuleront également des mutations dans différents gènes, bien que le phénotype résultant puisse être similaire (tableau 1). Un exemple d'une telle stratégie parallèle sont les mutations dans P. aeruginosa orfKHLN et A. baumannii cyoAB : alors que ces gènes sont impliqués dans des processus cellulaires très différents (biosynthèse de l'antigène O et transport d'électrons, respectivement), les mutations dans l'un ou l'autre entraînent une perméabilité réduite pour les aminoglycosides et peut entraîner une sensibilité réduite aux aminoglycosides73. De même, des mutations dans de nombreux gènes métaboliques ou facteurs sigma différents pourraient entraîner une croissance réduite et une «tolérance par décalage». Ceci propose que les mécanismes fondamentaux derrière la susceptibilité réduite de biofilm pourraient être assimilés pour différentes classes des antibiotiques et dans différents organismes, même lorsqu'il n'est pas possible d'identifier des mutations, des gènes mutés, ou des différences dans le métabolisme ou l'expression du gène partagée entre différents organismes. En tant que telles, les données de l'évolution expérimentale sont conformes à la conclusion d'une étude récente qui n'a pas pu trouver de preuves d'une base génétique ou biochimique commune pour la tolérance aux antimicrobiens dans les biofilms, mais a conclu que de nombreux gènes, protéines et voies métaboliques déterminent collectivement l'état physiologique. et la sensibilité des cellules bactériennes dans un biofilm132.

Nous pensons que l'évolution expérimentale a et continuera d'aider à élucider l'interaction de la résistance, de la tolérance et de la persistance qui est à l'origine de la sensibilité réduite aux antimicrobiens des biofilms et qui détermine le résultat du traitement antimicrobien. Cependant, l'identification des modèles complexes de mutations, des changements dans l'expression des gènes et du métabolisme dans différents organismes ainsi que dans les communautés polymicrobiennes nécessitera une approche interdisciplinaire et holistique et bénéficiera grandement de l'utilisation de systèmes modèles pertinents.

Le partage de données ne s'applique pas à cet article car aucun ensemble de données n'a été généré ou analysé au cours de l'étude actuelle.

Kawecki, TJ et al. Évolution expérimentale. Tendances Écol. Évol. 27, 547-560 (2012).

Article PubMed Google Scholar

Haas, JW Le révérend Dr William Henry Dallinger, FRS (1839–1909). Remarques Rec. R. Soc. Londres. 54, 53–65 (2000).

Article CAS PubMed Google Scholar

Atwood, KC, Schneider, LK & Ryan, FJ Sélection périodique dans Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 37, 146-155 (1951).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lenski, RE Convergence et divergence dans une expérience à long terme avec des bactéries. Suis. Nat. 190, S57–S68 (2017).

Article PubMed Google Scholar

Lenski, RE Évolution expérimentale et dynamique de l'adaptation et de l'évolution du génome dans les populations microbiennes. ISME J. 11, 2181-2194 (2017).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Korona, R., Nakatsu, CH, Forney, LJ & Lenski, RE Preuve de multiples pics adaptatifs provenant de populations de bactéries évoluant dans un habitat structuré. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 91, 9037–9041 (1994).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rainey, PB & Travisano, M. Radiation adaptative dans un environnement hétérogène. Nature 394, 69–72 (1998).

Article CAS PubMed Google Scholar

Sauer, K. et al. Le cycle de vie du biofilm : élargir le modèle conceptuel de la formation du biofilm. Nat. Rév. Microbiol. 20, 608–620 (2022).

Stewart, PS & Franklin, MJ Hétérogénéité physiologique dans les biofilms. Nat. Rév. Microbiol. 6, 199-210 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Sonderholm, M. et al. La formation d'agrégats de Pseudomonas aeruginosa dans un système de modèle de billes d'alginate présente des caractéristiques de type in vivo. Appl. Environ. Microbiol. 83, e00113–17 (2017).

Bjarnsholt, T. et al. L'importance de comprendre le microenvironnement infectieux. Lancette infectée. Dis. 22, e88–e92 (2022).

Article CAS PubMed Google Scholar

Ciofu, O., Moser, C., Jensen, PO & Hoiby, N. Tolérance et résistance des biofilms microbiens. Nat. Rév. Microbiol. 20, 621–635 (2022).

Livingston, J., Spero, MA, Lonergan, ZR et Newman, DK La visualisation de l'expression de l'ARNm dans les agrégats de Pseudomonas aeruginosa révèle des modèles spatiaux de métabolisme fermentatif et dénitrifiant. Appl. Environ. Microbiol. 88, e0043922 (2022).

Van den Bergh, B., Swings, T., Fauvart, M. & Michiels, J. Conception expérimentale, dynamique des populations et diversité dans l'évolution expérimentale microbienne. Microbiol. Mol. Biol. Rév. 82, e00008–18 (2018).

Steenackers, HP, Parijs, I., Dubey, A., Foster, KR et Vanderleyden, J. Évolution expérimentale des populations de biofilms. Microbiol FEMS. Rév. 40, 373–397 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Habets, MG, Rozen, DE, Hoekstra, RF & de Visser, JA L'effet de la structure de la population sur le rayonnement adaptatif des populations microbiennes évoluant dans des environnements spatialement structurés. Écol. Lett. 9, 1041-1048 (2006).

Article PubMed Google Scholar

Poltak, SR & Cooper, VS La succession écologique dans les biofilms à évolution expérimentale à long terme produit des communautés synergiques. ISME J. 5, 369–378 (2011).

Article PubMed Google Scholar

Armbruster, CR et al. Adaptation et érosion génomique dans les populations fragmentées de Pseudomonas aeruginosa dans les sinus des personnes atteintes de mucoviscidose. Cell Rep. 37, 109829 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rozen, DE, Habets, MG, Handel, A. & de Visser, JA Trajectoires adaptatives hétérogènes de petites populations sur des paysages de fitness complexes. PLoS One 3, e1715 (2008).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Chakraborty, PP, Nemzer, LR et Kassen, R. Preuve expérimentale que la structure de la métapopulation peut accélérer l'évolution adaptative. bioRxiv https://doi.org/10.1101/2021.07.13.452242 (2021).

Martens, EA & Hallatschek, O. Les ondes interférentes d'adaptation favorisent le mélange spatial. Génétique 189, 1045-1060 (2011).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Traverse, CC, Mayo-Smith, LM, Poltak, SR & Cooper, VS La banque enchevêtrée de biofilms de Burkholderia développés expérimentalement reflète la sélection lors d'infections chroniques. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 110, E250–E259 (2013).

Article CAS PubMed Google Scholar

Harris, KB, Flynn, KM & Cooper, VS L'adaptation polygénique et l'interférence clonale permettent une diversité soutenue dans les populations expérimentales de pseudomonas aeruginosa. Mol. Biol. évolution 38, 5359–5375 (2021).

Article CAS Google Scholar

Schick, A. & Kassen, R. Diversification rapide de Pseudomonas aeruginosa dans les affections pulmonaires de la fibrose kystique. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 115, 10714–10719 (2018).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Schick, A., Shewaramani, S. & Kassen, R. Génomique de la diversification de Pseudomonas aeruginosa dans les affections pulmonaires de la fibrose kystique. Génome Biol. Évol. 14, evac074 (2022).

Stewart, PS Diffusion dans les biofilms. J. Bactériol. 185, 1485–1491 (2003).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tseng, BS et al. La matrice extracellulaire protège les biofilms de Pseudomonas aeruginosa en limitant la pénétration de la tobramycine. Environ. Microbiol. 15, 2865–2878 (2013).

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Davies, SK et al. Visualisation des antimicrobiens dans les biofilms bactériens : imagerie biochimique tridimensionnelle à l'aide de TOF-SIMS. mSphere 2, e00211–17 (2017).

Stewart, PS et al. Modèle conceptuel de tolérance aux antibiotiques du biofilm qui intègre les phénomènes de diffusion, de métabolisme, d'expression des gènes et de physiologie. J. Bactériol. 201, e00307–19 (2019).

Baquero, F., Negri, MC, Morosini, MI et Blazquez, J. Environnements antibiotique-sélectifs. Clin. Infecter. Dis. 27, S5–S11 (1998).

Article PubMed Google Scholar

Brauner, A., Fridman, O., Gefen, O. & Balaban, NQ Distinction entre résistance, tolérance et persistance au traitement antibiotique. Nat. Rév. Microbiol. 14, 320-330 (2016).

Article CAS PubMed Google Scholar

Balaban, NQ et al. Définitions et lignes directrices pour la recherche sur la persistance des antibiotiques. Nat. Rév. Microbiol. 17, 441–448 (2019).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Baquero, F. et al. Voies évolutives et trajectoires de la résistance aux antibiotiques. Clin. Microbiol. Rév. 34, e0005019 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Jansen, G., Barbosa, C. & Schulenburg, H. Évolution expérimentale en tant qu'outil efficace pour disséquer les voies adaptatives de la résistance aux antibiotiques. Résistance aux médicaments. Mise à jour. 16, 96-107 (2013).

Article Google Scholar

Adler, M., Anjum, M., Andersson, DI et Sandegren, L. Des combinaisons de mutations dans envZ, ftsI, mrdA, acrB et acrR peuvent entraîner une résistance élevée aux carbapénèmes chez Escherichia coli. J. Chimio antimicrobienne. 71, 1188-1198 (2016).

Article Google Scholar

Langevin, AM, El Meouche, I. & Dunlop, MJ La cartographie du rôle des pompes à efflux AcrAB-TolC dans l'évolution de la résistance aux antibiotiques révèle que les traitements proches de la CMI facilitent l'acquisition de la résistance. mSphere 5, e01056–20 (2020).

Zhang, G., Wang, C., Sui, Z. et Feng, J. Aperçus des trajectoires évolutives de la résistance aux fluoroquinolones chez Streptococcus pneumoniae. J. Chimio antimicrobienne. 70, 2499-2506 (2015).

Article CAS Google Scholar

Cabot, G. et al. Évolution de la résistance et de l'aptitude aux antimicrobiens de Pseudomonas aeruginosa sous des taux de mutation faibles et élevés. Antimicrobien. Agents Chemother. 60, 1767-1778 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Crabbe, A., Jensen, PO, Bjarnsholt, T. & Coenye, T. Tolérance antimicrobienne et adaptations métaboliques dans les biofilms microbiens. Tendances Microbiol. 27, 850–863 (2019).

Article CAS PubMed Google Scholar

Stokes, JM, Lopatkin, AJ, Lobritz, MA et Collins, JJ Métabolisme bactérien et efficacité antibiotique. Cellule Metab. 30, 251-259 (2019).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zampieri, M. et al. Contraintes métaboliques sur l'évolution de la résistance aux antibiotiques. Mol. Syst. Biol. 13, 917 (2017).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Lopatkin, AJ et al. Des mutations cliniquement pertinentes dans les principaux gènes métaboliques confèrent une résistance aux antibiotiques. Sciences 371, eaba0862 (2021).

Van Acker, H. et al. Les cellules du complexe Burkholderia cepacia cultivées dans un biofilm survivent au traitement antibiotique en évitant la production d'espèces réactives de l'oxygène. PLoS un 8, e58943 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Van Acker, H. & Coenye, T. Le rôle des espèces réactives de l'oxygène dans la destruction des bactéries par les antibiotiques. Tendances Microbiol. 25, 456–466 (2017).

Article PubMed Google Scholar

Meylan, S., Andrews, IW & Collins, JJ Cibler la tolérance aux antibiotiques, pathogène par pathogène. Cellule 172, 1228-1238 (2018).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kester, JC & Fortune, SM Persisters et au-delà : mécanismes de résistance phénotypique aux médicaments et de tolérance aux médicaments chez les bactéries. Crit. Rév. Biochem. Mol. Biol. 49, 91–101 (2014).

Article CAS PubMed Google Scholar

Windels, EM, Van den Bergh, B. & Michiels, J. Bactéries sous attaque antibiotique : différentes stratégies d'adaptation évolutive. PLoS Pathog. 16, e1008431 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Verstraete, L., Van den Bergh, B., Verstraeten, N. & Michiels, J. Écologie et évolution de la persistance des antibiotiques. Tendances Microbiol. 30, 466–479 (2022).

Fridman, O., Goldberg, A., Ronin, I., Shoresh, N. & Balaban, NQ L'optimisation du temps de latence sous-tend la tolérance aux antibiotiques dans les populations bactériennes évoluées. Nature 513, 418–421 (2014).

Article CAS PubMed Google Scholar

Dengler Haunreiter, V. et al. Évolution chez l'hôte de Staphylococcus epidermidis dans une endocardite associée à un stimulateur cardiaque entraînant une tolérance accrue aux antibiotiques. Nat. Commun. 10, 1149 (2019).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Jennings, LK et al. Les agrégats de Pseudomonas aeruginosa dans les expectorations de mucoviscidose produisent des exopolysaccharides qui entravent probablement les thérapies actuelles. Cell Rep. 34, 108782 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chakraborty, P., Bajeli, S., Kaushal, D., Radotra, BD et Kumar, A. La formation de biofilm dans les poumons contribue à la virulence et à la tolérance aux médicaments de Mycobacterium tuberculosis. Nat. Commun. 12, 1606 (2021).

Sonderholm, M. et al. Les conséquences d'être dans un biofilm infectieux: conditions microenvironnementales régissant la tolérance aux antibiotiques. Int. J. Mol. Sci. 18, 2688 (2017).

Rossi, E. et al. Adaptation et évolution de Pseudomonas aeruginosa chez les patients atteints de mucoviscidose. Nat. Rév. Microbiol. 19, 331–342 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Michiels, JE, Van den Bergh, B., Verstraeten, N., Fauvart, M. & Michiels, J. Émergence in vitro d'une persistance élevée lors d'une provocation périodique aux aminoglycosides chez les agents pathogènes ESKAPE. Antimicrobien. Agents Chemother. 60, 4630–4637 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Van den Bergh, B. et al. La fréquence d'application d'antibiotiques entraîne une adaptation évolutive rapide de la persistance d'Escherichia coli. Nat. Microbiol. 1, 16020 (2016).

Article PubMed Google Scholar

Levin-Reisman, I. et al. La tolérance aux antibiotiques facilite l'évolution de la résistance. Sciences 355, 826–830 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

Santi, I., Manfredi, P., Maffei, E., Egli, A. & Jenal, U. L'évolution de la tolérance aux antibiotiques façonne le développement de la résistance dans les infections chroniques à Pseudomonas aeruginosa. mBio 12, e03482–20 (2021).

Sébastien, J. et al. Émergence de novo de mutants génétiquement résistants de Mycobacterium tuberculosis à partir des cellules en phase de persistance formées contre les médicaments antituberculeux in vitro. Antimicrobien. Agents Chemother. 61, e01343–16 (2017).

Vogwill, T., Comfort, AC, Furio, V. & MacLean, RC Persistance et résistance comme adaptations bactériennes complémentaires aux antibiotiques. J. Évolut. Biol. 29, 1223-1233 (2016).

Article CAS Google Scholar

Windels, EM et al. La persistance bactérienne favorise l'évolution de la résistance aux antibiotiques en augmentant les taux de survie et de mutation. ISME J. 13, 1239-1251 (2019).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Coenye, T. & Nelis, HJ Systèmes modèles in vitro et in vivo pour étudier la formation de biofilm microbien. J. Microbiol. Méthodes 83, 89–105 (2010).

Article CAS PubMed Google Scholar

Azeredo, J. et al. Revue critique des méthodes de biofilm. Crit. Rév. Microbiol. 43, 313–351 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

Mai-Prochnow, HKNVBXA Modèles de biofilm in vitro cliniquement pertinents : un besoin d'imiter et de récapituler l'environnement hôte. Biofilm 4, 100069 (2022).

Article Google Scholar

Lebeaux, D., Chauhan, A., Rendueles, O. & Beloin, C. Des modèles in vitro aux modèles in vivo d'infections bactériennes liées au biofilm. Agents pathogènes. 2, 288–356 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Cooper, VS, Staples, RK, Traverse, CC & Ellis, CN Évolution parallèle de variantes de petites colonies dans les biofilms de Burkholderia cenocepacia. Génomique 104, 447–452 (2014).

Article CAS PubMed Google Scholar

O'Rourke, D., FitzGerald, CE, Traverse, CC & Cooper, VS Aller et retour : conséquences de la spécialisation du biofilm sous sélection pour la dispersion. Devant. Genet. 6, 18 (2015).

PubMed PubMed Central Google Scholar

Martin, M., Holscher, T., Dragos, A., Cooper, VS & Kovacs, AT Évolution en laboratoire des interactions microbiennes dans les biofilms bactériens. J. Bactériol. 198, 2564-2571 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Santos-Lopez, A., Marshall, CW, Scribner, MR, Snyder, DJ & Cooper, VS Les voies évolutives de la résistance aux antibiotiques dépendent de la structure environnementale et du mode de vie bactérien. eLife 8, e47612 (2019).

Sass, A. et al. Diverses trajectoires évolutives conduisent à la perte de l'activité de potentialisation de la tobramycine de l'hydrate de baicaline inhibiteur de détection de quorum dans les biofilms de Burkholderia cenocepacia. Antimicrobien. Agents Chemother. 63, e02092–18 (2019).

Oakley, JL et al. Adaptations phénotypiques et génotypiques dans les biofilms de Pseudomonas aeruginosa suite à une exposition à long terme à une thérapie oligomère d'alginate. mSphere 6, e01216–20 (2021).

Trampari, E. et al. L'exposition des biofilms de Salmonella à des concentrations d'antibiotiques sélectionne rapidement la résistance avec des compromis collatéraux. Microbiomes des biofilms NPJ 7, 3 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Scribner, MR, Santos-Lopez, A., Marshall, CW, Deitrick, C. & Cooper, VS Évolution parallèle de la résistance à la tobramycine à travers les espèces et les environnements. mBio 11, e00932–20 (2020).

Ahmed, MN, Porse, A., Sommer, MOA, Hoiby, N. & Ciofu, O. Évolution de la résistance aux antibiotiques dans les biofilms et les populations planctoniques de Pseudomonas aeruginosa exposées à des niveaux sous-inhibiteurs de ciprofloxacine. Antimicrobien. Agents Chemother. 62, e00320–18 (2018).

Ahmed, MN et al. L'absence de la principale catalase multifonctionnelle KatA chez Pseudomonas aeruginosa accélère l'évolution de la résistance aux antibiotiques dans les biofilms traités à la ciprofloxacine. Antimicrobien. Agents Chemother. 63, e00766–19 (2019).

Ceri, H. et al. Le dispositif de biofilm de Calgary : nouvelle technologie pour la détermination rapide des sensibilités aux antibiotiques des biofilms bactériens. J.Clin. Microbiol. 37, 1771–1776 (1999).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Maiden, MM & Waters, CM Le triclosan épuise le potentiel membranaire des biofilms de Pseudomonas aeruginosa en inhibant la résistance adaptative induite par les aminoglycosides. PLoS Pathog. 16, e1008529 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zaborskyte, G., Wistrand-Yuen, E., Hjort, K., Andersson, DI & Sandegren, L. Dispositif modulaire de biofilm Peg imprimé en 3D pour une configuration flexible des études de biofilm liées à la surface. Devant. Cellule. Infecter. Microbiol. 11, 802303 (2021).

Article CAS PubMed Google Scholar

Hjort, K., Fermer, E., Tang, PC & Andersson, DI Concentrations sélectives minimales d'antibiotiques et coûts de remise en forme pendant la croissance du biofilm et du plancton. mBio 13, e0144722 (2022).

Article PubMed Google Scholar

France, MT, Cornea, A., Kehlet-Delgado, H. & Forney, LJ La structure spatiale facilite l'accumulation et la persistance de mutants résistants aux antibiotiques dans les biofilms. Évolut. Appl. 12, 498–507 (2019).

Article CAS Google Scholar

Miller, C. et al. L'adaptation d'Enterococcus faecalis à la daptomycine révèle une progression ordonnée vers la résistance. Antimicrobien. Agents Chemother. 57, 5373–5383 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hammerstrom, TG, Beabout, K., Clements, TP, Saxer, G. & Shamoo, Y. Acinetobacter baumannii développe à plusieurs reprises un phénotype hypermutateur en réponse à la tigécycline qui surveille efficacement les trajectoires évolutives vers la résistance. PLoS One 10, e0140489 (2015).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Mehta, HH, Prater, AG & Shamoo, Y. Utilisation de l'évolution expérimentale pour identifier les cibles médicamenteuses susceptibles d'inhiber l'évolution de la résistance aux antimicrobiens. J. Antibiotics 71, 279–286 (2018).

Article CAS Google Scholar

Zhang, Q. et al. Accélération de l'émergence de la résistance bactérienne aux antibiotiques dans les microenvironnements connectés. Sciences 333, 1764-1767 (2011).

Article CAS PubMed Google Scholar

Zoheir, AE, Spath, GP, Niemeyer, CM & Rabe, KS L'évolution microfluidique sur puce révèle de nouvelles mutations qui provoquent une résistance aux antibiotiques. Petit 17, e2007166 (2021).

Tang, PC et al. Une puce microfluidique pour l'étude de la dynamique de sélection de la résistance aux antibiotiques dans les biofilms bactériens. Devant. Cellule. Infecter. Microbiol. 12, 896149 (2022).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Palmer, KL, Aye, LM et Whiteley, M. Les signaux nutritionnels contrôlent le comportement multicellulaire de Pseudomonas aeruginosa dans les expectorations de fibrose kystique. J. Bactériol. 189, 8079–8087 (2007).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wong, A., Rodrigue, N. & Kassen, R. Génomique de l'adaptation au cours de l'évolution expérimentale du pathogène opportuniste Pseudomonas aeruginosa. PLoS Genet. 8, e1002928 (2012).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bove, M., Bao, X., Sass, A., Crabbe, A. & Coenye, T. L'inhibiteur de détection de quorum furanone C-30 perd rapidement son activité de potentialisation de la tobramycine contre les biofilms de Pseudomonas aeruginosa au cours de l'évolution expérimentale. Antimicrobien. Agents Chemother. 65, e0041321 (2021).

Article PubMed Google Scholar

Drlica, K. & Zhao, X. Hypothèse de la fenêtre de sélection des mutants mise à jour. Clin. Infecter. Dis. 44, 681–688 (2007).

Article PubMed Google Scholar

Trubenova, B., Roizman, D., Moter, A., Rolff, J. & Regoes, RR Génétique des populations, récalcitrance du biofilm et évolution de la résistance aux antibiotiques. Tendances Microbiol. 30, 841–852 (2022).

Article CAS PubMed Google Scholar

Sanz-Garcia, F., Sanchez, MB, Hernando-Amado, S. & Martinez, JL Les paysages évolutifs de Pseudomonas aeruginosa vers la résistance aux antibiotiques ciblant les ribosomes dépendent de la force de sélection. Int. J. agents antimicrobiens 55, 105965 (2020).

Article CAS Google Scholar

Barrick, JE & Lenski, RE Dynamique du génome au cours de l'évolution expérimentale. Nat. Révérend Genet. 14, 827–839 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bos, AC, Passe, KM, Mouton, JW, Janssens, HM & Tiddens, HA Le sort des antibiotiques inhalés après dépôt dans la fibrose kystique : comment faire passer le médicament à l'insecte ? J. Kyste. Fibros. 16, 13–23 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

van Os, W. & Zeitlinger, M. Prédiction de l'activité antimicrobienne sur le site cible : indices pharmacocinétiques/pharmacodynamiques par rapport aux approches anti-temps. Antibiotiques 10, 1485 (2021).

Cao, B. et al. Pénétration d'antibiotiques et destruction bactérienne dans un modèle de biofilm de Pseudomonas aeruginosa. J. Chimio antimicrobienne. 70, 2057-2063 (2015).

Article CAS Google Scholar

Christophersen, L. et al. Démonstration in vivo des biofilms de Pseudomonas aeruginosa en tant que microcompartiments pharmacologiques indépendants. J. Kyste. Fibros. 19, 996-1003 (2020).

Article CAS PubMed Google Scholar

Messiaen, AS, Forier, K., Nelis, H., Braeckmans, K. & Coenye, T. Transport de nanoparticules et de liposomes chargés de tobramycine dans les biofilms du complexe Burkholderia cepacia. PLoS One 8, e79220 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Kohanski, MA, Dwyer, DJ, Hayete, B., Lawrence, CA et Collins, JJ Un mécanisme commun de mort cellulaire induit par des antibiotiques bactéricides. Cellule 130, 797–810 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Dwyer, DJ, Kohanski, MA & Collins, JJ Rôle des espèces réactives de l'oxygène dans l'action et la résistance aux antibiotiques. Courant. Avis. Microbiol. 12, 482–489 (2009).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zheng, EJ, Stokes, JM & Collins, JJ Éradiquer les bactéries persistantes avec des combinaisons d'antibiotiques fortement et faiblement dépendants du métabolisme. Chimie cellulaire. Biol. 27, 1544–1552.e1543 (2020).

Article CAS PubMed Google Scholar

Zheng, EJ et al. Modulation de la trajectoire évolutive de la tolérance à l'aide d'antibiotiques avec différentes dépendances métaboliques. Nat. Commun. 13, 2525 (2022).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Davies, EV, James, CE, Brockhurst, MA et Winstanley, C. Diversification évolutive de Pseudomonas aeruginosa dans un modèle d'expectoration artificielle. BMC Microbiol. 17, 3 (2017).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Usui, M., Yoshii, Y., Thiriet-Rupert, S., Ghigo, J.-M. & Beloin, C. L'antibiothérapie intermittente des biofilms bactériens favorise l'évolution rapide de la résistance. bioRxiv https://doi.org/10.1101/2022.05.03.490405 (2022).

Hansen, SK, Rainey, PB, Haagensen, JA et Molin, S. Évolution des interactions entre espèces dans une communauté de biofilms. Nature 445, 533–536 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Tognon, M. et al. La co-évolution avec Staphylococcus aureus conduit à des altérations lipopolysaccharidiques chez Pseudomonas aeruginosa. ISME J. 11, 2233-2243 (2017).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vandeplassche, E. et al. Évolution in vitro des biofilms de Pseudomonas aeruginosa AA2 en présence de membres du microbiome pulmonaire de la fibrose kystique. Sci. Rep. 9, 12859 (2019).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Cairns, J., Jokela, R., Becks, L., Mustonen, V. et Hiltunen, T. Des dynamiques écologiques reproductibles régissent la réponse des communautés expérimentales à la perturbation des impulsions antibiotiques. Nat. Écol. Évol. 4, 1385–1394 (2020).

Article PubMed Google Scholar

Cooper, VS et al. Evolution expérimentale in vivo pour identifier les pressions sélectives lors de la colonisation pneumococcique. mSystems 5, e00352–20 (2020).

Lebov, JF, Schlomann, BH, Robinson, CD & Bohannan, BJM Parallélisme phénotypique lors de l'adaptation expérimentale d'une bactérie libre à l'intestin du poisson zèbre. mBio 11, e01519–20 (2020).

Bove, M. & Coenye, T. L'activité anti-virulence de l'inhibiteur de la voie non mévalonate FR900098 vis-à-vis de Burkholderia cenocepacia est maintenue au cours de l'évolution expérimentale. Microbiologie 168, 001170 (2022).

Thoming, JG et al. Voies évolutives parallèles pour produire plus d'un phénotype de biofilm de Pseudomonas aeruginosa. NPJ Biofilms Microbiome 6, 2 (2020).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Thoming, JG & Haussler, S. Pseudomonas aeruginosa est plus tolérant sous biofilm que dans des conditions de croissance planctonique : une enquête multi-isolats. Devant. Cellule. Infecter. Microbiol. 12, 851784 (2022).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Tyerman, JG, Ponciano, JM, Joyce, P., Forney, LJ & Harmon, LJ L'évolution de la sensibilité et de la résistance aux antibiotiques lors de la formation de biofilms d'Escherichia coli en l'absence d'antibiotiques. BMC Évolution. Biol. 13, 22 (2013).

Article Google Scholar

Azimi, S. et al. Le polymorphisme allélique façonne la fonction communautaire dans l'évolution des populations de Pseudomonas aeruginosa. ISME J. 14, 1929-1942 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Allegrucci, M. & Sauer, K. La formation de variants de colonies à phase non variable de Streptococcus pneumoniae est due à une fréquence de mutation accrue présente dans des conditions de croissance de biofilm. J. Bactériol. 190, 6330–6339 ​​(2008).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Boles, BR, Thoendel, M. & Singh, PK La diversité auto-générée produit des "effets d'assurance" dans les communautés de biofilms. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 101, 16630–16635 (2004).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ryder, VJ, Chopra, I. & O'Neill, AJ Mutabilité accrue des staphylocoques dans les biofilms en raison du stress oxydatif. PLoS One 7, e47695 (2012).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Shewaramani, S. et al. Escherichia coli cultivé en anaérobiose a un taux de mutation accru et des spectres mutationnels distincts. PLoS Genet. 13, e1006570 (2017).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Maharjan, RP et Ferenci, T. Un paysage mutationnel changeant dans 6 états nutritionnels : la mutagenèse induite par le stress en tant que série de relations distinctes entre l'entrée et la sortie du stress. PLoS Biol. 15, e2001477 (2017).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Ahmed, MN et al. Les trajectoires évolutives de P. aeruginosa dans les modes de croissance du biofilm et du plancton exposés à la ciprofloxacine : au-delà de la sélection de la résistance aux antibiotiques. Microbiomes des biofilms NPJ 6, 28 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Boles, BR & Singh, PK Le stress oxydatif endogène produit de la diversité et de l'adaptabilité dans les communautés de biofilms. Proc. Natl. Acad. Sci. États-Unis 105, 12503–12508 (2008).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Santos-Lopez, A. et al. La résistance évoluée à un nouvel antibiotique peptidique cationique nécessite un apport élevé en mutations. Évol. Méd. Santé publique 10, 266–276 (2022).

Penesyan, A., Nagy, SS, Kjelleberg, S., Gillings, MR & Paulsen, IT Microévolution rapide des cellules du biofilm en réponse aux antibiotiques. Microbiomes des biofilms NPJ 5, 34 (2019).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Van Acker, H., Van Dijck, P. & Coenye, T. Mécanismes moléculaires de la tolérance et de la résistance aux antimicrobiens dans les biofilms bactériens et fongiques. Tendances Microbiol. 22, 326–333 (2014).

Article PubMed Google Scholar

Hibbing, ME, Fuqua, C., Parsek, MR & Peterson, SB Concurrence bactérienne : survivre et prospérer dans la jungle microbienne. Nat. Rév. Microbiol. 8, 15-25 (2010).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Trampari, E. et al. L'exposition au céfotaxime sélectionne des mutations dans le domaine CA de envZ qui favorisent la résistance aux antibiotiques mais répriment la formation de biofilm chez Salmonella. Microbiol. Spectre. 10, e0214521 (2022).

Article PubMed Google Scholar

Wong, A. & Kassen, R. Évolution parallèle et différenciation locale de la résistance aux quinolones chez Pseudomonas aeruginosa. Microbiol. (Lire., Angl.) 157, 937–944 (2011).

Article CAS Google Scholar

Eklof, J. et al. Persistance et adaptation génétique de Pseudomonas aeruginosa chez les patients atteints de maladie pulmonaire obstructive chronique. Clin. Microbiol. Infecter. 28, 990–995 (2022).

Kolpen, M. et al. Les biofilms bactériens prédominent dans les infections pulmonaires humaines aiguës et chroniques. Thorax 77, 1015-1022 (2022).

Laborda, P., Martinez, JL & Hernando-Amado, S. Évolution de la résistance aux antibiotiques dépendante de l'habitat chez Pseudomonas aeruginosa. Microbiol. Spectre 10, e0024722 (2022).

Stewart, PS et al. Recherche d'une base génétique ou biochimique partagée pour la tolérance du biofilm aux antibiotiques parmi les espèces bactériennes. Antimicrobien. Agents Chemother. 66, e0002122 (2022).

Schroeder, JW, Yeesin, P., Simmons, LA et Wang, JD Sources de mutagenèse spontanée chez les bactéries. Crit. Rév. Biochem. Mol. Biol. 53, 29-48 (2018).

Article CAS PubMed Google Scholar

Oliver, A., Canton, R., Campo, P., Baquero, F. et Blazquez, J. Haute fréquence de Pseudomonas aeruginosa hypermutable dans l'infection pulmonaire de la fibrose kystique. Sciences 288, 1251-1254 (2000).

Article CAS PubMed Google Scholar

Mena, A. et al. L'adaptation génétique de Pseudomonas aeruginosa aux voies respiratoires des patients atteints de mucoviscidose est catalysée par l'hypermutation. J. Bactériol. 190, 7910–7917 (2008).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Oliver, A. & Mena, A. Hypermutation bactérienne dans la mucoviscidose, pas seulement pour la résistance aux antibiotiques. Clin. Microbiol. Infecter. 16, 798–808 (2010).

Article CAS PubMed Google Scholar

Driffield, K., Miller, K., Bostock, JM, O'Neill, AJ & Chopra, I. Mutabilité accrue de Pseudomonas aeruginosa dans les biofilms. J. Chimio antimicrobienne. 61, 1053–1056 (2008).

Article CAS Google Scholar

Perez-Osorio, AC, Williamson, KS & Franklin, MJ Niveaux hétérogènes d'ARNm rpoS et rhlR et rapports ARNr/ADNr 16S (gène ARNr) dans les biofilms de Pseudomonas aeruginosa, échantillonnés par microdissection par capture laser. J. Bactériol. 192, 2991-3000 (2010).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Brown, MR, Allison, DG & Gilbert, P. Résistance des biofilms bactériens aux antibiotiques : un effet lié au taux de croissance ? J. Chimio antimicrobienne. 22, 777-780 (1988).

Article CAS Google Scholar

Molin, S. & Tolker-Nielsen, T. Le transfert de gène se produit avec une efficacité accrue dans les biofilms et induit une meilleure stabilisation de la structure du biofilm. Courant. Avis. Biotechnol. 14, 255-261 (2003).

Article CAS PubMed Google Scholar

Madsen, JS, Burmolle, M., Hansen, LH & Sorensen, SJ L'interconnexion entre la formation de biofilm et le transfert horizontal de gènes. FEMS Immunol. Méd. Microbiol. 65, 183-195 (2012).

Article CAS PubMed Google Scholar

Krol, JE et al. Augmentation du transfert d'un plasmide multirésistant dans les biofilms d'Escherichia coli à l'interface air-liquide. Appl. Environ. Microbiol. 77, 5079-5088 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Krol, JE et al. Invasion des biofilms d'E. coli par la résistance aux antibiotiques. Plasmides. Plasmide 70, 110–119 (2013).

Article CAS PubMed Google Scholar

Bender, N., Hennes, M. & Maier, B. Mobilité de l'ADN extracellulaire dans les colonies de gonocoques. Biofilm 4, 100078 (2022).

Merod, RT & Wuertz, S. L'architecture de la substance polymère extracellulaire influence la transformation génétique naturelle d'Acinetobacter baylyi dans les biofilms. Appl. Environ. Microbiol. 80, 7752–7757 (2014).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

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TC et TB reconnaissent le soutien de la Fondation Lundbeck. TC reconnaît le soutien du FWO-Vlaanderen. MB a été soutenu par le Fonds spécial de recherche de l'Université de Gand.

Laboratoire de microbiologie pharmaceutique, Université de Gand, Gand, Belgique

Tom Coenye et Mona Bové

Costerton Biofilm Center, Université de Copenhague, Copenhague, Danemark

Tom Coenye et Thomas Bjarnsholt

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TC a conçu l'examen. Tous les auteurs ont contribué à la rédaction et à l'édition.

Correspondance à Tom Coenye.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Coenye, T., Bové, M. & Bjarnsholt, T. Biofilm sensibilité aux antimicrobiens à travers une lentille évolutive expérimentale. npj Biofilms Microbiomes 8, 82 (2022). https://doi.org/10.1038/s41522-022-00346-4

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Reçu : 07 juin 2022

Accepté : 04 octobre 2022

Publié: 18 octobre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41522-022-00346-4

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